¿Por qué se combinan la PCR y la clonación como formas de amplificación de secuencias? ¿No dan el mismo resultado? Estaba leyendo el artículo https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC1864885/ y me confundí con el siguiente pasaje:
Clonación y secuenciación genómica con bisulfito
Cada muestra de ADN convertida con bisulfito se sometió a PCR mediante cebadores que no discriminaban entre secuencias metiladas y no metiladas, utilizando un kit de reactivos centrales GeneAmp PCR (Applied Biosystems). Las secuencias de cebadores se enumeran en la Tabla 1 y las condiciones de reacción se enumeran en las Tablas complementarias 1C y 1D (disponibles en línea en http://ajp.amjpathol.org). Cada producto de PCR subsiguiente se clonó con TA en pGEM-Teasy vector25 (Promega) para su transformación en la cepa JM109 de Escherichia coli, de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Los clones se seleccionaron al azar y luego se realizó una PCR de colonias utilizando los cebadores de vector T7 y SP6 para amplificar los insertos clonados. La secuenciación del ciclo se realizó utilizando BigDye versión 1.1 (Applied Biosystems) y un secuenciador automático de ADN capilar Genetic Analyzer 3100 (Applied Biosystems). Las secuencias obtenidas se alinearon y compararon utilizando el software SeqScape (Applied Biosystems). Primero se confirmó la integridad de la conversión de bisulfito antes de la puntuación. Los sitios CpG secuenciados como residuos de citosina o timina se puntuaron como metilados o no metilados, respectivamente.
¿Alguien puede comentar para qué sirve la clonación cuando la amplificación ya está hecha por PCR?
Hay varias razones para clonar un producto de PCR, pero las razones principales incluyen la expresión del producto y el mantenimiento económico de la biblioteca.
En el estudio que mencionó, la clonación y la transformación aparentemente se realizan para obtener clones individuales (de colonias individuales).
Los clones se seleccionaron al azar y luego se realizó una PCR de colonias utilizando los cebadores de vector T7 y SP6 para amplificar los insertos clonados. La secuenciación del ciclo se realizó utilizando BigDye versión 1.1 (Applied Biosystems) y un secuenciador automático de ADN capilar Genetic Analyzer 3100 (Applied Biosystems).
Dado que la PCR original tendría una mezcla de diferentes secuencias, la clonación se realiza para separarlas y facilitar su estudio mediante secuenciación. Si no separan las secuencias, tendrían que usar NGS (o métodos más caros como PacBio para lecturas más largas). Han utilizado la secuenciación de Sanger. Este artículo se publicó en 2007. En ese momento, NGS no era tan barato como lo es hoy y, por lo tanto, no todos lo usaban. Además, las máquinas NGS de esa época tenían longitudes de lectura aún más pequeñas (~40 para Solexa/Illumina GA y ~75 para GA-II). Teniendo en cuenta esto, la secuenciación de Sanger puede haber sido preferible a los autores de este artículo. Sin embargo, como mencioné antes, el método de Sanger no se puede usar para secuenciar muestras agrupadas; necesita plantillas puras o de lo contrario habrá señales mixtas y la llamada base sería inexacta.
(Vea el cromatograma de ejemplo a continuación: mire la posición con la Y
que se ha mezclado T
y C
señala. Sin embargo, no es de una muestra agrupada).
Por lo tanto, fue necesaria la clonación, la transformación y la selección de colonias.
Además, en muchos casos sería necesario seleccionar clones individuales para realizar ensayos funcionales para asociar el fenotipo con el genotipo.
cindy todopoderoso
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