Posibles razones por las que el ADN se atasca bien

Estoy en el proceso de preparación de la biblioteca para Illumina MI-Seq usando mtDNA. Usando NEB Hotstart LongAmp Polymerase, pude obtener hasta 10kb de amplicones de mtDNA. Sin embargo, cuando cambié a una muestra de ADN diferente, ya no noté bandas en el gel. Lo extraño es que, si fragmento estas muestras (cortador acústico Diagenode Bioruptor) obtengo frotis fragmentados similares a los que espero al fragmentar un amplicón de 10kb, aunque estos estén atrapados en el pozo. Por lo tanto, no sé si un amplicón de 10 kb está atascado en los pocillos y no está migrando (dado que veo resultados similares para la fragmentación de las muestras que se atascaron), o si veo en los pocillos qué es el ADN genómico y no se ha producido ninguna amplificación. . ¿El valor 260/230 afecta de alguna forma a la amplificación por PCR? (Tengo un valor muy alto de 260/230 ~5 para la nueva muestra de ADN que estoy usando)

¿Qué tipo de gel (agarosa, acrilamida) y qué porcentaje utiliza?
Yo uso gel de agarosa al 1%.
No sé lo suficiente sobre sus geles para saber qué es lo que hace que sus bandas se adhieran, pero he visto que las bandas permanecen en el pozo cuando se unen al ADN con ciertas proteínas y péptidos, pero lo hago intencionalmente. ¿Podría algo estar ligado a su ADN? ¿Podría el ADN en sus pozos ser más grande de lo que supone, pero fragmentarse bajo sonicación para formar fragmentos lo suficientemente pequeños?
He presentado algunas posibles soluciones/resoluciones de problemas a continuación, sin embargo, @user137 plantea puntos muy interesantes, ¡que deben tenerse muy en cuenta! He puesto una posible solución para abordar potencialmente este punto, incluido el problema del tamaño del ADN.

Respuestas (3)

Hay una razón simple para eso, lo más probable es que su gel de agarosa sea demasiado denso. Dependiendo del tipo de agarosa, prepararía un gel al 0,5-0,6% como máximo.

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Synbio da esta lista de agarosa "estándar", que encaja bastante bien con mis experiencias. Si usa agarosa de bajo punto de fusión, esta tabla se ve un poco diferente, ya que la matriz del gel no es densa. La desventaja es que el gel es mucho más propenso a dañarse durante la manipulación.

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Obtuve la banda a 10 kb correspondiente a un marcador molecular de 10 kb antes. Así que no estoy muy seguro de si la densidad del gel es el problema aquí. Además, incluso cuando la muestra está atascada, la escalera de marcadores moleculares funciona bien.
El problema es que esto realmente depende de la agarosa (y hay una plétora de diferentes marcas disponibles). Diría que estás en la región donde se vuelve difícil obtener una buena resolución. Si sus fragmentos se están volviendo un poco más grandes, se atascarán y obtendrá algo al fragmentarlos. Probaría con un gel de porcentaje más bajo y vería cómo se ve esto. Idealmente con la misma muestra que le generó problemas.
@AnuragMishra sé racional. necesita probar un gel menos sentido de una marca diferente antes de asumir que su solución es incorrecta
Chris tiene 9k puntos por una razón
@ caseyr547 Esto no significa que siempre tenga la razón.
@Chris sí, pero siempre tengo razón y estoy de acuerdo contigo jajaja jk
Dado que el OP conoce el comportamiento de los marcadores en este gel, parece poco probable que este sea el problema. Además, aunque la agarosa al 1 % puede no ser adecuada para lograr una buena resolución en el rango de 10 kb, esto es muy diferente de un fragmento que no ingresa al gel. Intentaría limpiar más la plantilla.
Esto es difícil de juzgar sin ver una imagen de gel. Cuando la preparación de la biblioteca no salió bien, el ADN podría tener un tamaño mayor.
Creo que este es un caso en el que se puede aplicar la navaja de Occam. El problema apareció con una nueva muestra de ADN, por lo que esa muestra debe ser la principal sospechosa.
Eso es correcto. Lo ejecutaría en un gel de porcentaje más bajo para ver qué sucede. Si todavía no funciona, probablemente sea mejor preparar ADN fresco y dejar de montar un caballo muerto.

Después de revisar su gel, le conviene verificar los cebadores, la preparación, la calidad del propio XNA, luego los niveles adecuados de electroforesis y otras fallas mecánicas. Creo que la resistencia inadecuada del cableado de electroforesis causaría su problema.

Primero, como mencionaste, que creo que es clave, es necesario aclarar qué muestra de ADN es la que estás observando en el gel. Lo mejor que puede hacer para asegurarse de que solo tiene muestras de ADN generadas por PCR es que una vez que termine su PCR, trate su mezcla de ADN con la enzima Dpn I, que corta el ADN metilado, que es esencialmente ADN celular a medida que se metilan en las células y se no debería afectar su ADN generado por PCR, ya que no se metilará. Consulte la página 7 y la página 12 de este documento para obtener más instrucciones sobre el uso de Dpn I ( http://www.chem.agilent.com/library/usermanuals/Public/210518.pdf ). Posteriormente, puede limpiar y aislar el ADN generado por PCR utilizando cualquier kit, como el kit de extracción de gel QIAquick (QAGEN), utilizando esencialmente este protocolo, pero no está utilizando ningún gel (http://sites.bio.indiana.edu/~chenlab/protocol_files/agarose_gel_extraction.pdf ). Puedes usar otros kits, ¡pero este siempre funcionó para mí! (¡Tenga en cuenta que no estoy promocionando ningún kit aquí!) Ahora, si tiene algún amplicón de su PCR, entonces debería poder nanodropearlo (usando la relación 260/230 como guía) y obtener un valor razonable para su concentración de amplicón.

Ahora bien, si en esta etapa aún tiene su ADN de PCR como lo indica nanodrop y tal vez un resumen de la prueba aún arroja las bandas esperadas, entonces el problema está en el proceso en ejecución y es muy probable que su gel sea lo primero que sospeché que era el caso. Si no, entonces no tiene ningún amplicón y simplemente está tratando de ejecutar su ADN original.

Aunque nunca antes había trabajado con moléculas de ADN celular muy grandes (trabajo con plásmidos), me entrenaron para procesar ADN muy grande (en gel de agarosa) con un voltaje muy bajo, como 10-50 V, durante la noche en una habitación fría desde grandes El ADN celular no tiende a funcionar muy bien en geles, aunque eso se aplica principalmente al ADN cromosómico, pero 10 kb sigue siendo bastante grande. ¡He procesado ADN plasmídico de 12 kb en geles antes a voltajes más altos, pero el voltaje bajo es mejor y evita rasgar y cortar el ADN!