Problemas con SDS-PAGE, sin separación: ¿cuál podría ser el problema?

Trabajo en un laboratorio donde tenemos un stock común de 30 % de acrilamida, TEMED, TRIS-HCl (pH 6,8 y pH 8,8) y una solución de SDS al 10 % (p/v) de pH 7,2.

Usamos la receta para cargar el búfer (que, por supuesto, mezclamos con BME antes de usar):

• 3,15 ml de agua MilliQ
• 1,25 mL 0,5 M Tris-HCl
• 2,9 ml de 85 % de glicerol
• 2 mL 10% SDS
• 0,4 ml de azul de bromofenol al 0,5 % (p/v)

Nuestro problema es que no hay separación.

Intenté hacer 2 geles porque pensé que podría haber mezclado el gel de separación y el de apilamiento, pero me aseguré de no hacerlo la segunda vez. Luego le pedí a otra persona que hiciera el gel, y tampoco funcionó para ellos (nada en el gel, sin muestras, sin escalera).

Luego rehice la solución de SDS al 10 % y los dos tampones TRIS, pero de nuevo ocurre algo extraño ya que no obtenemos nada en el gel.

Obviamente, los geles están polimerizados, ya que es un gel sólido cuando se saca para teñir y desteñir, y no entiendo cómo el tampón de carga puede hacer esto incluso si lo estropea (porque debería ver algo en el gel siempre que su muestra en el pozo, incluso sin desnaturalizar). Obviamente rehicimos el tinte de carga y lo intentamos de nuevo, pero esto no funciona.

Sé que hay proteína en las muestras, ya que estoy colocando el sedimento celular y la proteína purificada (cuya actividad catalítica probé) en el mismo gel.

¿Alguien tiene una explicación racional para esto, o sugerencias de lo que normalmente puede estar mal?

A continuación se muestra una imagen de cómo se ve el gel cuando está casi terminado funcionando a 200 V (80 mA) durante aproximadamente 40 minutos. Cuando teñimos y destiñemos no queda nada en el gel. También creo que el color (azul de bromofenol) se ve un poco extraño en el gel, no como debería hacerlo normalmente, vea la imagen a continuación, pero tal vez me esté volviendo un poco paranoico.